Nepřihlášený uživatel
přihlásit se / registrovat

Gastroenterologie
a hepatologie

Gastroenterology and Hepatology

Čes a Slov Gastroent a Hepatol 2006; 60(1): 36-42.

Vplyv prenosu tepla kondukciou na chladné ischemicko-reperfúzne poškodenie izolovanej pečene potkana

Anton Kebis1, Marián Kukan1

+ Pracoviště

SÚHRN

Kebis A, Kukan M. Vplyv prenosu tepla kondukciou na chladné ischemicko-reperfúzne poškodenie izolovanej pečene potkana

Počas transplantácie pečene, dochádza k výrazným zmenám jej teploty.

Cieµ: Cieµom práce bolo overi» hypotézu, či konduktívny prenos tepla pečeňou na začiatku hypotermickej prezervácie má vplyv na jej viabilitu.

Metódy: Pečene potkana Wistar (330 ± 10 g) boli prepláchnuté in situ (4 °C) studeným fyziologickým roztokom (FS). Po excízii boli uložené do FS v prezervačno-perfúznej komore (PPK) s počiatočnou teplotou 3,8 ± 0,3 °C (skupina A; n = 7) a 9,5 ± 0,5 °C (skupina B; n = 7). Po 5hodinovej prezervácii vo FS boli pečene reperfundované 75 minút Krebsovým-Henseleitovým roztokom.

Výsledky: Ochladzovanie pečení bolo v skupine a rýchlejšie v porovnaní so skupinou B (0,45 ± 0,2 vs 0,18 ± 0,1 °C · min–1; p < 0,01 ). Na druhej strane, počas normotermickej reperfúzie mali pečene v skupine B v porovnaní s pečeňami v skupine a signifikantne vyšší portálny prietok (3,85 ± 0,1 vs 3,21 ± 0,3 ml · min–1 · g–1 pečene; p < 0,05), takmer 2násobne vyššiu tvorbu žlče (0,67 ± 0,05 vs 0,36 ± 0,14 µl · min-1 · g-1 pečene; p < 0,01) a 3–6násobne nižšie uvoµňovanie cytoplazmatických enzýmov: LDH (0,65 ± 0,23 vs 4,26 ± 1,58 µkat · l–1; p < 0,01), ALT (0,25 ± 0,05 vs 0,96 ± 0,10 µkat · l–1; p < 0,001) a AST (0,30 ± 0,02 vs 0,89 ± 0,1 µkat · l–1; p < 0,001).

Závery: Výsledky potvrdili, že pomalé konduktívne ochladzovanie na začiatku hypotermickej prezervácie znižuje ischemicko-reperfúzne poškodenie pečene. Kµúčové slová: ischemicko-reperfúzne poškodenie – konduktívna hypotermia – pečeň – potkan – prezervačno-perfúzna komora.

SUMMARY

Kebis A, Kukan M. Effect of conductive heat transfer on cold ischemia-reperfusion injury of isolated rat liver

Background: In liver transplantation, has been reported that hepatic grafts may be impaired by convective heat transfer. We investigated whether conductive heat transfer during the initial period of cold preservation may influence liver viability during the reperfusion period.

Methods: Rat livers were flushed out with 4.0 °C of physiologic saline solution. After hepatectomy livers were placed into the preservation-perfusion chamber filled with saline solution at 3.8 ± 0.3 °C (Group A, n = 7) or at 9.5 ± 0.5 °C (Group B, n = 7) and temperature of the preservation solution was monitored. Livers were preserved for 5 hours (equivalent to 16 hours in UW solution) and reperfused using a blood-free perfusion model (Krebs-Henseleit buffer).

Results: The rate of cooling of the preservation solution was greater in livers of Group a compared to Group B (0.45 ± 0.2 vs 0.18 ± 0.1 °C · min–1; p < 0.01). On the other hand, livers in Group B compared to Group a exhibited: improved portal flow (3.85 ± 0.1 vs 3.2 ± 0.3 ml · min–1 · g–1 liver ; p < 0.05), appr. 2 times increased bile production (0.67 ± 0.05 vs 0.36 ± 0.14 µl · min–1 · g–1 liver; p < 0.01), and nearly 3–6 fold decreased cytoplasmatic enzymes LDH, ALT and AST release (0.65 ± 0.23 vs 4.26 ± 1.58 µkat · l–1; p < 0.01), (0.25 ± 0.05 vs 0.96 ± 0.10 µkat · l–1; p < 0.001), (0.30 ± 0.02 vs 0.89 ± 0.1 µkat · l–1; p < 0.001) respectively.

Conclusions: These results suggest that conductive heat transfer during the initial period of liver preservation has effect on liver viability during reperfusion and that slow coolling of the preservation solution may improve initial hepatic graft function.

Key words: conductive heat transfer – ischemia-reperfusion injury – liver – preservation-reperfusion chamber – rat.

ÚVOD

Hypotermia, ako metóda pre minimalizovanie ischemicko-reperfúzneho poškodenia orgánov sa používa v klinickej praxi od začiatku 50. rokov dvadsiateho storočia (1) . Napriek významnému predĺženiu bezpečnej doby hypotermickej prezervácie pečene zavedením prezervačného roztoku University Wisconsin (UW), prezervačné poškodenie naďalej bráni širšiemu využitiu transplantácie ako liečebnej metódy pri terminálnom zlyhaní pečene. Prezervačno-reperfúzne poškodenie má multifaktorový mechanizmus a neutralizácia ktoréhokoµvek faktora prispieva k zlepšeniu prežívania pečene po transplantácii (2) .

Počas transplantačného procesu dochádza k výrazným zmenám teploty pečene a striedaniu spôsobov prenosu tepla. Prenos tepla medzi izolovanou pečeňou a prostredím sa uskutočňuje konvektívnym a/alebo konduktívnym spôsobom (3) . Perfúziou pečene in situ studeným prezervačným roztokom (konvektívne ochladzovanie) za súčasného sypania µadovej, kašovitej drte do abdominálnej dutiny (konduktívne ochladzovanie) sa zníži teplota pečene pri odbere na 15–10 °C. Po excízii sa jej teplota ďalšou perfúziou znižuje len veµmi pomaly (4,5) . v klinickej praxi ako aj v experimente sa pečeň bežne po odbere ukladá do polyetylénového vrecka, naplneného 1–2 °C studeným prezervačným roztokom (konduktívne ochladzovanie). Rozdiel medzi teplotou pečene po odbere a teplotou roztoku v prezervačnom vrecku je výrazný. Doteraz nebol dostatočne preskúmaný vplyv konduktívneho ochladzovania na viabilitu pečene. Predlžovania bezpečnej doby hypotermickej prezervácie so zachovaním viability pečene je spojené s úspešným experimentálnym vývojom nových prezervačných technológií (6–9) .

Cieµom našej práce bolo v experimente na izolovanej pečeni potkana overi» hypotézu, či konduktívny prenos tepla na začiatku hypotermickej prezervácie a rýchlos» ochladzovania pečene má vplyv na jej ischemicko-reperfúzne poškodenie.

METÓDY

Modulovali sa dve úrovne počiatočnej teploty prezervačného roztoku. a – štandardná teplota, tj. 3–4 °C. B – teplota roztoku blížiaca sa teplote pečene po excízii, tj. 9–10 °C.

Meranie teploty

Teplota sa merala nepriamou metódou, tj. teplota na povrchu pečene a teplota roztoku. Stála teplota roztoku počas laváže in situ sa udržiavala pomocou termoizolačného kontajnera (TIK). Je to sústava dvoch do seba zapadajúcich nádob (V1 = 50 ml, V2 = 250 ml) z polypropylénu. Medzipriestor v nádobe V2 okolo V1 sa naplnil destilovanou vodou a µadom. TIK sa umiestnil 12,5 cm nad pečeň. Počas laváže in situ sa teplota roztoku v zásobníku V1 merala elektroteplomerom (ET) a teplota pečene medzi lobus sinister lateralis a lobus sinister medialis ortu»ovým teplomerom (OT). Teplota roztoku s pečeňou v prezervačno-perfúznej komore (PPK) sa merala ET, v 0. a potom v 5., 15., 30., 60. minúte. Teplota pečene počas postprezervačnej laváže a normotermickej reperfúzie sa merala ET na povrchu lobus sinister lateralis.

Zvieratá a odber pečene

Experimenty sa vykonávali podµa prezervačnej metódy (10) vo fyziologickom roztoku (FS) (11,12) . Stručne: v pokusoch sa použili samce potkana Wistar (330 ± 10 g), zakúpené z Velaz Co (Praha ČR). Chovali sa v klimatizovaných priestoroch pri teplote 22 °C s voµným prístupom k pitnej vode a krmivu. Pokusy boli schválené ŠVPS SR podµa § 3 nariadenia vlády SR č. 289/2003 Z.z. Potkany sa pred operáciou uviedli do celkovej anestézy intraperitonealnou injekciou (ketamín/xylazín 90/10 mg · kg–1). Po nakanylovaní sa pečeň prepláchla in situ cez v. portae s 35 ml (3,5 ± 0,5 °C) FS. Po vystrihnutí a opláchnutí studeným FS boli pečene odvážené a rozdelené na hypotermickú prezerváciu do dvoch skupín. Pečene skupiny a (kontrolná, n = 7) do FS v PPK s teplotou 3,8 ± 0,3 °C a pečene skupiny B (pokusná, n = 7) do FS v PPK s teplotou 9,5 ± 0,5 °C. Objem FS v PPK bol 80 ml/pečeň. PPK sa vložila na 5 hodín do nádoby (V = 2000 ml) naplnenej zmesou vody a µadu do chladničky (1,5 ± 0,5 °C).

Perfúzia pečene

Normotermická perfúzia sa vykonala v aparatúre (L = 800, W = 600, H = 800 mm) vyvinutej našim laboratóriom (vyrobca, REVIS-Zvrškovec J., Dubové, SR) (obr.  1). Skelet je vyrobený z duralu. Steny sú vyplnené polymethylmetakrylátovým tabuµovým sklom (plexisklo). K príslušenstvu patrí: regulačná jednotka, PPK, magnetické miešadlo/ohrievadlo, rezervoár roztoku, guµôčkový oxygenátor (13) , odbublinkovač, rezervoár hydrostatického tlaku, vyhrievacie jednotky. Elektrický príkon aparatúry je 220/24 V. Stavebnicová konštrukcia umožňuje jednoduchú obsluhu, čistenie a dezinfekciu. Po prezervácii sa PPK s pečeňou položila do perfúznej aparatúry vyhriatej na teplotu 37 °C. Lavážovala sa 35 ml (37 °C) teplým Ringer-laktátovým roztokom cez v. portae. Následne sa perfundovala recirkulačne pri tlaku 9,2 mm Hg, teplote roztoku 37,0 ± 0,5 °C počas 75 minút. Na reperfúziu sa použil Krebsov-Henseleitov roztok (120 ml/pečeň), s pH 7,4, obsahom glukózy 10 mmol, saturovaný v oxygenátore s 95% O2 a 5% CO2 pri prietoku plynu 500 ml · min–1 a tlaku 550 ± 50 mm Hg. Na podporu tvorby žlče sa pridával taurocholát (0,3 µmol · min–1). Portálny prietok sa meral v 5. a v 15. minúte, následne v 15minútových intervaloch. Vzorky lavážneho a perfúzneho roztoku (1 ml) sa odoberali v 5. a 75. minúte. Uložili sa v chladničke pri +4 °C do stanovenia cytoplazmatických enzýmov laktátdehydrogenázy (LDH), alanínaminotransferázy (ALT) a aspartátaminotransferázy (AST). Žlč sa zachytávala do vopred odvážených Eppendorfových skúmaviek od 0. do 45. a od 45. do 75. minúty. Po skončení reperfúzie boli pečene odvážené. z rozdielu hmotností sa vypočítal opuch [%] = [konečná hmot. pečene – počiatočná hmot. pečene] · [počiatočná hmot. peč.]–1 · 100.

Biochemické vyšetrenie vzoriek a štatistické spracovanie výsledkov

Vzorky lavážneho a perfúzneho roztoku na stanovenie LDH, ALT a AST aktivity boli analyzované podµa inštrukcií výrobcu Lachema Diagnostica (Brno, ČR) spektrofotometricky. Všetky hodnotené ukazovatele mali normálne štatistické rozdelenie. Výsledky boli spracované podµa metódy ANOVA. Namerané hodnoty sa uvádzajú ako x– ± SEM. Signifikantnos» rozdielov priemerných hodnôt medzi skupinami sa hodnotila Studentovým t-testom. Rozdiely sa považovali za štatisticky významné na hranici p < 0,05.

VÝSLEDKY

Namerané hodnoty sa porovnávali medzi pečeňami skupiny a (kontrolná) a pečeňami skupiny B (pokusná). Laváž in situ ochladila pečene na 14,6 ± 0,9 °C. Rozdiel v počiatočnej hmotnosti pečení nebol významný (11,7 ± 0,4 vs 11,6 ± 0,5 g). Operačný čas vrátane vystrihnutia, odváženia a uloženia pečení do PPK bol 35 ± 5 minút. Avšak prezervačnú teplotu dosiahli pečene skupiny a za 30 minút a skupiny B až za 60 minút prezervácie (1,9 ± 0,2 vs 2,3 ± 0,3 °C). Rýchlos» konduktívneho ochladzovania pečení skupiny a bola výrazne väčšia ako pečení skupiny B (0,45 ± 0,2 vs 0,18 ± 0,1 °C · min–1; p < 0,01) (obr.  2). Prietok postprezervačnej laváže bol naopak nižší v pečeniach skupiny a v porovnaní so skupinou B (3,6 ± 0,8 vs 4,9 ± 0,9 ml · min–1; p < 0,05). Po skončení laváže sa perfúzna aparatúra uviedla do režimu normotermickej reperfúzie. Pečene, ktorých prezervačné, konduktívne ochladzovanie bolo rýchle (skupina A), sa po spustení reperfúzie ohrievali pomaly. Naopak pečene skupiny B sa perfúziou ohrievali rýchlejšie. Pečene skupiny a na povrchu dosiahli fyziologickú teplotu za 22 ± 4 minút, zatiaµ čo pečene skupiny B už za 14 ± 2 minút reperfúzie (p < 0,05). Rozdiel v portálnom prietoku medzi skupinami na začiatku a na konci reperfúzie bol významný (p < 0,01). Počas celej reperfúzie bol prietok v skupine a v porovnaní s pečeňami skupiny B menej stabilný a nižší (obr. 3.). Tvorba žlče v pečeniach s vyššou rýchlos»ou ochladzovania (skupina A), v porovnaní s pečeňami s nízkou intenzitou ochladzovania (skupina B) bola signifikantne nižšia (p < 0,01 ) (obr.  4). Taktiež aktivita cytoplazmatických enzýmov bola významne vyššia v pečeniach skupiny a v porovnaní s pečeňami skupiny B (tab.  1). Rozdiely medzi kontrolnou a pokusnou skupinou pečení v konečnej hmotnosti (13,8 ± 0,7 vs 12,6 ± 0,5 g ; p < 0,05 ) ako aj v opuchu po reperfúzii boli štatisticky významné (17,7 ± 3,1 vs 8,8 ± 1,0 %; p < 0,01).

DISKUSIA

Fourierov zákon vedenia tepla dobre vysvetµuje princíp prenosu tepla kondukciou medzi dvoma látkami o rôznej teplote. Nami vykonané fyzikálne testy (nepublikované) poukázali na podstatné rozdiely vo vedení tepla použitím PPK a PE vrecka (bez pečene). Objem 80 ml FS v PE vrecku sa z teploty 1–2 °C pri teplote laboratória 23–25 °C ohreje v priebehu 3–4 minút na teplotu 8–10 °C. Aby sa zabránilo rýchlej zmene teploty roztoku v PE vrecku, musí by» aj po vybratí z chladničky položené na µade. Na druhej strane FS v PPK za tých istých podmienok sa ohreje len na 3–4 °C, pričom nemusí by» položená na µade. Počas 3–4 minút sa bežne v experimentálnych podmienkach PE vrecko aj PPK s roztokom nachádza mimo chladničky a prichádza do priameho kontaktu s rukami personálu. Za podmienok rýchlo sa meniacej teploty roztoku v PE vrecku, je meranie počiatočnej teploty prezervačného roztoku v PE vrecku za»ažené veµkou chybou. Na modulovanie presne definovanej teploty v experimentoch s pečeňou potkana sme preto použili naš model PPK.

V literatúre sa najčastejšie uvádza priama metóda merania teploty jadra pečene (4,14,15) .

V našej práci sme použili nepriamu metódu, a to meranie teploty na povrchu pečene. Pri prenose tepla kondukciou považujeme meranie teploty na povrchu izolovanej pečene za plnohodnotnú alternatívu. Vychádzame z nasledovného:

  • pri sledovaní konduktívneho prenosu tepla na začiatku hypotermickej prezervácie pečene je dôležité sledova» teplotu kontaktných plôch (pečeň-roztok);
  • je neinvazívna;
  • minimalizuje chybu pri topografickom určení jadra pečene;
  • je jednoduchá a spoµahlivá;
  • medzi izolovanou pečeňou a prezervačným roztokom platí zákon o tepelnej rovnováhe (nultá termodynamická veta), čo znamená, že izolovaná pečeň odovzdáva tepelnú energiu prezervačnému roztoku dovtedy, pokiaµ sa ich teploty nevyrovnajú. Po dosiahnutí tepelnej rovnováhy počas statickej hypotermickej prezervácie je teplota v jadre izolovanej pečene rovnaká ako teplota na povrchu pečene, resp. teplota prezervačného roztoku, v ktorom je pečeň uložená. Túto zákonitos» sme využili na sledovanie zmeny teploty prezervačného roztoku v PPK po vložení pečene.

Zákon konduktívneho prenosu tepla a tepelnej rovnováhy platí aj pre prezervačné ochladzovanie izolovanej pečene. To znamená, že čím je rozdiel medzi teplotou pečene a teplotou roztoku väčší, tým dochádza k rýchlejšiemu ochladzovaniu (4) . Veµký rozdiel teplôt medzi pečeňou po excízii a roztokom na začiatku prezervácie vyvoláva zmeny teploty »skokom« a významne tak môže ovplyvni» anatomicko-histologické štruktúry pečene predovšetkým na povrchu pečene, v subkapsulárnych priestoroch (16–18) . Teplota je dôležitý vonkajší fyzikálny podnet. Mení životné podmienky izolovanej pečene a významne tak pôsobí na štruktúry hepatocytov (19–21) . Cieµom našej práce nebolo kvantifikova» narušené bunečné štruktúry. Výsledky však potvrdili, že vysoký rozdiel teplôt medzi pečeňou po excízii a prezervačným roztokom na začiatku prezervácie, aj napriek rýchlemu ochladeniu pečení, výrazne negatívne ovplyvnil portálny prietok, tvorbu žlče a aktivitu cytoplazmatických enzýmov pečení počas reperfúzie. Na druhej strane spôsob pomalého konduktívneho ochladzovania poukazuje na výrazne lepšiu viabilitu pečení. Prikláňame sa k názoru, že popri súčasnej prezervácii v PE vrecku je možné po doriešení niektorých problémov efektívnejšie využíva» aj metódu prístrojovej prezervácie (9) . Touto metódou sa dá zabezpeči» spoµahlivé, programované riadenie a kontrola prezervačného ochladzovania izolovanej pečene bez rizika kryštalizácie čiastočiek prezervačného roztoku (22) .

ZÁVER

Vonkajším podnetom, ktorý významne ovplyvňuje fyziológiu izolovanej pečene, je teplota a spôsob prenosu tepla medzi prostredím a pečeňou. Konduktívny prenos tepla počas hypotermickej prezervácie má vplyv na viabilitu pečene. Pomalšie ochladzovanie pečene na začiatku prezervácie znížilo jej ischemicko-reperfúzne poškodenie. Aj vzhµadom na výsledky získané v našej práci je potrebné vo výskume metód prístrojovej prezervácie ďalej pokračova».

Autori ďakujú pánovi J.  Zvrškovcovi za výrobu a pomoc pri vývoji perfúznej aparatúry a pánovi E. Mališovi za pomoc pri biochemických analýzach a spracovaní výsledkov. Použité skratky: FS – fyziologický roztok; PPK – prezervačno-perfúzna komora; SEM – štandardná chyba priemeru; ŠVPS SR – Štátna veterinárna a potravinová správa Slovenskej republiky; TIK – termoizolačný kontajner; vs – oproti.

Literatúra

1. Yamanaka N, Dai ChL, Okamoto E. Historical evolution of hypothermic liver surgery. World J Surgery 1998; 22: 1104–1107.

2. Lemasters JJ, Thurman GR. Reperfusion injury after liver preservation for transplantation. Annu Rev Pharmacol Toxicol 1997; 37: 327–338.

3. Fogler HS, Gürmen MH. Chemical reaction engineering. Proffesional Reference Shelf. Chapter 11: external diffusion effects on heteregeneous reactions. Part 3: facilitated heat transfer pp 1–7 [on line], c 2005 [cit. 2005-06-20]. /Prístup z www: http://www.engin.umich.edu/~cre/11chap/html/prof.htm/

4. Hertl M, Howard TK, Lowell JA, et al. Changes in liver core temperature during preservation and rewarming in human and porcine liver allografts. Liver Transplantation Surgery 1996; 2(2): 111–117.

5. Boggi U, Vistoli F, Chiaro MD, et al. a simplified technique for the en bloc procurement of abdominal organs that is suitable for pancreas and small-bowel transplantation. Surgery 2004; 135: 629–641.

6. Dutkowski P, Schönfeld S, Odermatt B, et al. Rat liver preservation by hypothermic oscillating liver perfusion compared to simple cold storage. Cryobiology 1998; 36: 61–70.

7. Compagnon P, Clément B, Campion JP, Boudjema K. Effects of hypothermic machine perfusion on rat liver function depending on the route of perfusion. Transplantation 2001; 72(4): 606–614.

8. Minor T, Olshewski P, Tolba RH, et al. Liver preservation with HTK : salutary effect of hypothermic aerobiosis by either gaseous or machine perfusion. Clinical Transplantation 2002; 16: 206–211.

9. Peter SDSt, Imber CJ, Friend PJ. Liver and kidney preservation by perfusion. Lancet 2002; 359: 604–613.

10. Kebis A, Lutterová M, Kukan M, Kuba D. Ochrana hypotermickej pečene potkana pred poškodením jemnou manipuláciou. Českoslov Fyziologie 2004; 53(4): 136–141.

11. Svensson G, Soussi B, Wiklund L, Karlberg I. Failure of adenine nucleotide and water content of cold-stored rat livers to serve as graft viability indices for transplantation. Eur Surg Res 1994; 26(2): 125–132.

12. Cohen AJ, Burczynski FJ, Rosser BG, et al. The effects of various organ preservation solutions on hepatocyte membrane potentials, intracellular calcium concentrations, and outcome following liver transplantation. Am J Surg 2000; 179(2): 154–160.

13. Kebis A, Zvrškovec J, Kukan M, Horecký J. Guµôčkový oxygenátor. Zverejnená prihláška vynálezu č. 1362-2001; A61M 1/32. In Vestník UPV SR apríl 2003. /Prístup z http://www.upv.sk/

14. Yoshida K, Matsui Y, Wei T, et al. a novel conception for liver preservation at a temperature just above freezing point. J Surg Res 1999; 81(2): 216–223.

15. Heijnen BH, Straatsburg IH, Gouma DJ, Van Gulik TM. Decrease in core liver temperature with 10 degrees C by in situ hypothermic perfusion under total hepatic vascular exclusion reduces liver ischemia and reperfusion injury during partial hepatectomy in pigs. Surgery 2003; 134(5): 806–817.

16. Borghi-Scoazec G, Scoazec JY, Durand F, Bernuau J, Belghiti J, Feldmann G, Henin D, Degott C. Apoptosis after ischemia-reperfusion in human liver allografts. Liver Transpl Surg 1997; 3(4): 407–415.

17. McCuskey RS. Morfological mechanisms for regulating blood flow through hepatic sinusoids. Liver 2000; 20: 3–7.

18. McCuskey RS. Anatomy of efferent hepatic nerves. The anatomical record part a 280A, 2004: 821-826, published online 30 Augus 2004 in Wiley InterScience. /www.interscience.wiley.com/

19. Cascio M, Kumar NM, Safarik R, Gilula NB. Physical characterisation of gap junction membrane connexons (hemi-channels) isolated from rat liver. J Biological Chemistry 1995; 270(31): 18643–18648.

20. Upadhya AG, Harvey RPC, Howard TD, et al. Evidence of a role for matrix metalloproteinases in cold preservation injury of the liver in humans and in the rat. Hepatology 1997; 26: 922–928.

21. Sato M, Suzuki S, Senoo H. Hepatic stellate cells : Unique characteristics in cell biology and phenotype. Cell Structure Function 2003; 28: 105–112.

22. Tullius SG, Filatenkow A, Horch D, et al. Accumulation of crystal deposits in abdominal organs following perfusion with defrosted University of Wisconsin solutions. Am J Transplant 2002; 2: 627–630.

Práca vznikla za podpory grantu EU QLAM-2001-00445

Pro přístup k článku se, prosím, registrujte.

Výhody pro předplatitele

Výhody pro přihlášené

Kreditovaný autodidaktický test